Modélisation du pyrénoïde

Jul 12, 2023

Nature Plants volume 8, pages 583–595 (2022)Citer cet article

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De nombreux organismes photosynthétiques eucaryotes améliorent leur absorption de carbone en fournissant du CO2 concentré à l'enzyme fixatrice de CO2 Rubisco dans un organite appelé pyrénoïde. Les efforts en cours visent à intégrer ce mécanisme de concentration de CO2 à base de pyrénoïdes (PCCM) dans les cultures pour augmenter les rendements. Ici, nous développons un modèle de calcul pour un PCCM sur la base du mécanisme postulé chez l'algue verte Chlamydomonas reinhardtii. Notre modèle récapitule tous les phénotypes mutants déficients en PCCM de Chlamydomonas et donne les principes biophysiques généraux qui sous-tendent le PCCM. Nous montrons qu'un PCCM efficace et énergétiquement efficace nécessite une barrière physique pour réduire les fuites de CO2 pyrénoïde, ainsi qu'une localisation enzymatique appropriée pour réduire les cycles futiles entre le CO2 et le HCO3−. Il est important de noter que notre modèle démontre la faisabilité d'une stratégie d'absorption de CO2 purement passive au CO2 au niveau de l'air, tandis que l'absorption active de HCO3− s'avère avantageuse à des niveaux de CO2 inférieurs. Nous proposons une voie d'ingénierie en quatre étapes pour augmenter jusqu'à trois fois le taux de fixation du CO2 dans le chloroplaste végétal à un coût théorique de seulement 1,3 ATP par CO2 fixé, offrant ainsi un cadre pour guider l'ingénierie d'un PCCM dans les plantes terrestres.

L'enzyme fixatrice de CO2 Rubisco assure l'entrée d'environ 1014 kilogrammes de carbone dans la biosphère chaque année1,2,3. Cependant, dans de nombreuses plantes, Rubisco fixe le CO2 à moins d'un tiers de son taux maximal sous les niveaux atmosphériques de CO2 (Fig. 1 supplémentaire)4,5,6, ce qui limite la croissance de cultures telles que le riz et le blé7. Pour surmonter cette limitation, de nombreux organismes photosynthétiques, notamment les plantes C48,9, les plantes à métabolisme acide crassulacé (CAM)10, les algues11,12 et les cyanobactéries13, améliorent le taux de fixation du CO2 de Rubisco en lui fournissant du CO214,15 concentré. Chez les algues, un tel mécanisme de concentration de CO2 se produit dans un organite à phases séparées appelé pyrénoïde16,17,18,19. Les mécanismes de concentration de CO2 basés sur les pyrénoïdes (PCCM) interviennent pour environ un tiers de la fixation globale du CO216.

Alors que des travaux antérieurs ont identifié des composants moléculaires essentiels pour le PCCM16,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29, les principes de fonctionnement clés de ce mécanisme restent mal compris en raison d'un manque d'analyse quantitative et systématique. Dans le même temps, il existe un intérêt croissant pour l'ingénierie d'un PCCM dans les cultures C3 afin d'améliorer les rendements et l'efficacité de l'utilisation de l'azote et de l'eau30,31. Les questions clés sont : (1) Quel est l'ensemble minimal de composants nécessaires pour obtenir un PCCM fonctionnel ? (2) Quel est le coût énergétique d'exploitation d'un PCCM minimal ?

Pour faire progresser notre compréhension de la PCCM, nous développons un modèle de réaction-diffusion sur la base du mécanisme postulé chez l'algue verte Chlamydomonas reinhardtii (Chlamydomonas ci-après ; Fig. 1a)31,32,33 : En bref, le carbone inorganique externe (Ci : CO2 et HCO3−) est transporté à travers la membrane plasmique par les transporteurs LCI1 (Cre03.g162800) et HLA3 (Cre0 2.g097800)23,24,34. Le Ci cytosolique se concentre dans le stroma chloroplastique sous forme de HCO3−, soit par conversion de CO2 en HCO3− par le complexe putatif anhydrase carbonique stromale LCIB/LCIC (Cre10.g452800/Cre06.g307500) (LCIB ci-après)22,35,36, soit par transport direct à travers la membrane chloroplastique par le transporteur HCO3− mal caractérisé LCIA (Cre06. g309000)24,37. On ne sait pas actuellement si le LCIA est un canal passif ou une pompe ; par conséquent, dans le modèle, nous le considérons d'abord comme un canal passif (noté LCIAC) et le considérons plus tard comme une pompe active (noté LCIAP). Une fois dans le stroma, HCO3- se déplace via les canaux putatifs HCO3- BST1–3 (Cre16.g662600, Cre16.g663400 et Cre16.g663450)25 dans la lumière thylakoïde et diffuse via des tubules membranaires dans le pyrénoïde où l'anhydrase carbonique CAH3 (Cre09.g415700)38,39,40 convertit HCO3− en CO2. Ce CO2 diffuse de la lumière du tubule thylakoïde dans la matrice pyrénoïde, où Rubisco catalyse la fixation. Le tableau supplémentaire 1 résume les acronymes des protéines clés du Chlamydomonas PCCM.

a, Caricature d'un chloroplaste de Chlamydomonas avec des composants PCCM connus. HCO3− est transporté à travers la membrane chloroplastique par LCIA et à travers les membranes thylakoïdes par BST1–3 (appelé désormais BST pour plus de simplicité). Dans la lumière thylacoïdienne acide, une anhydrase carbonique CAH3 convertit HCO3− en CO2, qui diffuse dans la matrice pyrénoïde où se localise l'enzyme fixatrice de CO2 Rubisco (Rbc). Les fuites de CO2 hors de la matrice et du chloroplaste peuvent être entravées par des barrières de diffusion potentielles - une gaine d'amidon et des empilements de thylakoïdes - et par la conversion en HCO3− par un complexe de capture de CO2 LCIB/LCIC (ci-après dénommé LCIB pour plus de simplicité) dans le stroma chloroplastique de base. b, Un schéma du PCCM modélisé, qui considère la diffusion intracompartimentale et l'échange intercompartimental de CO2 et HCO3−, ainsi que leur interconversion, comme indiqué dans l'encart. Code couleur comme en a. Le modèle est à symétrie sphérique et consiste en une matrice pyrénoïde centrale entourée d'un stroma. Les thylakoïdes traversent la matrice et le stroma ; leur volume et leur surface correspondent à un réseau réticulé au centre de la matrice prolongé par des cylindres s'étendant radialement vers l'extérieur. c, Profils de concentration de CO2 et HCO3− dans le thylakoïde (courbes en pointillés) et dans la matrice/stroma (courbes pleines) pour le modèle PCCM de base dépourvu d'activité LCIA et de barrières de diffusion. La ligne grise pointillée indique le Rubisco Km effectif pour le CO2 (Méthodes). Code couleur comme en a. d, Flux nets de carbone inorganique entre les compartiments indiqués. La largeur des flèches est proportionnelle au flux ; l'aire des cercles est proportionnelle à la concentration moléculaire moyenne dans les régions correspondantes. La boucle en pointillés noirs désigne le cycle futile majeur du carbone inorganique dans le chloroplaste. Code couleur comme en a. Pour c et d, perméabilité de la membrane chloroplastique médiée par LCIAC à HCO3− \(\kappa _{{{{\mathrm{chlor}}}}}^{H^ - }\) = 10−8 m s−1, perméabilité de la membrane thylakoïde médiée par BST à HCO3− \(\kappa _{{{{\mathrm{thy}}}}}^{H^ - }\) = 10−2 m s-1, débit LCIB VLCIB = 103 s-1 et débit CAH3 VCAH3 = 104 s-1 (Méthodes). D'autres paramètres du modèle sont estimés à partir d'expériences (tableau supplémentaire 2).

Nous modélisons les activités enzymatiques ci-dessus et le transport de Ci dans un chloroplaste sphérique. Nous supposons que les anhydrases carboniques catalysent l'interconversion bidirectionnelle de CO2 et HCO3−, produisant un flux net dans une direction où les deux espèces sont hors d'équilibre. Nous considérons trois compartiments chloroplastiques à pH constant: une matrice pyrénoïde sphérique (pH 8, réf. 41) au centre, un stroma environnant (pH 8, réf. 41,42) et des thylakoïdes (luminal pH 6, réf. 43) traversant à la fois la matrice et le stroma (Fig. 1b et Fig. 2 supplémentaire). L'équilibre des flux de la réaction intracompartimentaire et de la diffusion et de l'échange intercompartiments définit les profils de concentration à l'état d'équilibre des espèces Ci dans tous les compartiments (Méthodes). Pour tenir compte de l'effet du transport de Ci à travers la membrane cellulaire, nous simulons une large gamme de pools de Ci cytosoliques environnants à partir desquels le chloroplaste peut absorber Ci. Nous caractérisons les performances du PCCM modélisé avec deux mesures : (1) son efficacité, quantifiée par le flux de fixation de CO2 calculé normalisé par le flux maximal possible à travers Rubisco ; et (2) son efficacité, quantifiée par le coût ATP par CO2 fixe (Méthodes).

Pour identifier les composants minimaux d'un PCCM fonctionnel, nous construisons un modèle de base (Fig. 1c, d), avec l'anhydrase carbonique LCIB diffusée dans tout le stroma, les canaux BST pour HCO3− uniformément répartis sur les membranes thylakoïdes, l'anhydrase carbonique CAH3 localisée dans la lumière thylakoïde dans le pyrénoïde et Rubisco condensée dans la matrice pyrénoïde. Ce modèle manque du transporteur HCO3− LCIA et des barrières de diffusion potentielles à Ci. Nous analysons d'abord les performances du PCCM modélisé sous CO2 au niveau de l'air (10 μM cytosolique); des conditions de CO2 plus faibles sont abordées dans les sections ultérieures.

Le CO2 diffusant dans le chloroplaste est converti en HCO3− dans le stroma à pH élevé où le rapport d'équilibre CO2:HCO3− est de 1:80 (Méthodes). Comme la diffusion passive de HCO3- à travers l'enveloppe du chloroplaste est très lente, ce HCO3- concentré est piégé dans le stroma. Les canaux BST équilibrent HCO3− à travers la membrane thylakoïde, de sorte que HCO3− atteint également une concentration élevée dans la lumière thylakoïde (Fig. 1c). Le faible pH dans la lumière thylakoïdienne favorise une répartition d'équilibre à peu près égale entre CO2 et HCO3− ; cependant, HCO3- n'est pas mis en équilibre avec le CO2 immédiatement après son entrée dans le thylakoïde à l'extérieur du pyrénoïde, car aucune anhydrase carbonique (CA) n'y est présente. Au lieu de cela, HCO3− diffuse dans la lumière thylakoïde vers le pyrénoïde, où CAH3 localisé dans le rayon pyrénoïde reconvertit rapidement HCO3− en CO2 (Fig. 1d). Ce CO2 peut diffuser à travers la membrane thylakoïde dans la matrice pyrénoïde. Ce modèle de base, piloté uniquement par les différences de pH intercompartimentales, atteint une concentration de CO2 pyrénoïdal environ 2,5 fois celle trouvée dans un modèle sans PCCM.

La fuite substantielle de CO2 hors de la matrice dans le modèle de base (Fig. 1d) est en partie due à la cinétique relativement lente de Rubisco. Pendant le temps moyen nécessaire pour qu'une molécule de CO2 soit fixée par Rubisco dans le pyrénoïde, cette molécule de CO2 peut typiquement diffuser sur une distance supérieure au rayon du pyrénoïde (Note complémentaire I). Par conséquent, la plupart des molécules de CO2 entrant dans la matrice pyrénoïde partiront sans être fixées par Rubisco (Fig. 3 supplémentaire). On pourrait penser que l'ajout de LCIAC comme canal passif pour améliorer la diffusion de HCO3− dans le chloroplaste pourrait surmonter ce déficit (Fig. 2a). Cependant, même avec l'ajout de LCIAC à notre modèle PCCM de base, aucune combinaison d'activités enzymatiques et de taux de transport de canaux n'atteint un PCCM efficace, c'est-à-dire plus de la moitié de la saturation de Rubisco en CO2 (Fig. 2b et Supplémentaire Fig. 4). Ainsi, le PCCM piloté par le pH ne peut pas fonctionner efficacement sans barrière de diffusion.

a–i, Un modèle sans barrière à la diffusion du CO2 hors de la matrice pyrénoïde (a–c) est comparé à un modèle avec des empilements de thylakoïdes ralentissant la diffusion du carbone inorganique dans le stroma (d–f) et à un modèle avec une gaine d'amidon imperméable (g–i) sous CO2 au niveau de l'air (10 µM cytosolique). a,d,g, Schémas du chloroplaste modélisé. b, e, h, cartes thermiques du flux de fixation de CO2 normalisé, défini comme le rapport du flux total de carboxylation de Rubisco à son maximum si Rubisco était saturé, à des perméabilités variables de la membrane chloroplastique médiée par LCIAC à HCO3− et à des taux de LCIB variables. La perméabilité de la membrane thylakoïde médiée par la BST à HCO3− est la même que sur les figures 1c, d. Pour e et h, les courbes noires en pointillés indiquent un flux de fixation de CO2 normalisé de 0,5. c, f, i, flux globaux de HCO3- (à gauche) et de CO2 (au milieu) dans le chloroplaste, normalisés par le flux de fixation de CO2 maximal si Rubisco était saturé, à différentes perméabilités de la membrane du chloroplaste médiées par LCIAC à HCO3- et à des taux variables de LCIB. Les valeurs négatives indiquent un efflux hors du chloroplaste. L'espèce de carbone inorganique (Ci) avec un influx positif est définie comme la source de Ci (à droite). Les axes sont les mêmes qu'en b, e et h.

Pour faire fonctionner un PCCM plus efficace, la cellule doit réduire les fuites de CO2 de la matrice pyrénoïde. Une barrière à la diffusion du CO2 a été considérée comme essentielle pour divers mécanismes de concentration du CO244,45,46,47. Bien que la matrice soit densément remplie de Rubisco, notre analyse suggère que la diffusion ralentie du CO2 dans la matrice pyrénoïde en raison du volume occupé par Rubisco ne peut expliquer qu'une diminution de 10 % des fuites de CO2 (Note complémentaire VI.C). Ainsi, nous considérons des barrières alternatives dans notre modèle.

Nous supposons que les feuilles de membrane thylakoïde et la gaine d'amidon pyrénoïde pourraient servir de barrières efficaces pour réduire les fuites de CO2 de la matrice. Les feuilles de membranes thylakoïdes pourraient servir de barrières efficaces à la diffusion du CO2 car les molécules du stroma doivent diffuser entre et à travers les membranes interdigitées45. En effet, nos simulations de premier principe suggèrent que les empilements de thylakoïdes, modélisés avec une géométrie réaliste48, ralentissent efficacement la diffusion de Ci dans le stroma (Fig. 5 supplémentaire). Les preuves sur le rôle de la gaine d'amidon dans le PCCM sont limitées et mitigées. Alors que les premiers travaux suggéraient qu'un mutant de Chlamydomonas sans amidon avait des performances PCCM normales dans l'air49, le phénotype n'a pas été comparé à la souche parentale appropriée. Une étude plus récente a révélé qu'un mutant (sta2-1) avec une gaine d'amidon plus fine que les souches de type sauvage affiche une efficacité PCCM réduite à très faible CO250. Sur la base de ces derniers travaux, nous émettons l'hypothèse que la gaine d'amidon qui entoure la matrice peut agir comme une barrière à la diffusion du CO2. Étant donné que la gaine d'amidon est constituée de nombreuses lamelles d'amylopectine cristalline51,52,53, nous la modélisons comme une barrière essentiellement imperméable équivalente à 10 bicouches lipidiques ; en sa présence, la plupart des fuites de CO2 hors de la matrice se produisent par les tubules thylakoïdes (Fig. 6 supplémentaire).

Nous testons ensuite si les deux barrières de diffusion réalistes ci-dessus permettent une PCCM efficace axée sur le pH. L'ajout d'empilements de thylakoïdes ou d'une gaine d'amidon au modèle PCCM de base ci-dessus réduit considérablement les fuites de CO2 de la matrice vers le stroma (Fig. 7 supplémentaire). Le PCCM résultant est très efficace dans des conditions de CO2 au niveau de l'air (10 μM cytosolique): les concentrations de CO2 pyrénoïdales sont élevées au-dessus de la constante de demi-saturation efficace Km de Rubisco (méthodes) en utilisant uniquement le différentiel de pH intercompartimental et l'absorption passive de Ci (Fig. 2e, h). Les performances du PCCM avec les deux barrières présentes ressemblent étroitement au cas de la gaine d'amidon imperméable (Fig. 8 supplémentaire); par souci de simplicité, nous omettons un tel modèle combiné de la discussion ultérieure.

En plus de l'exigence d'une barrière de diffusion, l'efficacité du PCCM basé sur le pH dépend du taux de LCIB et de la perméabilité de la membrane chloroplastique médiée par LCIAC à HCO3− (Fig. 2b, e, h). En fonction de l'activité du LCIB, notre modèle suggère deux stratégies distinctes pour absorber passivement Ci. Si l'activité LCIB est faible, le flux de fixation du CO2 augmente avec une plus grande perméabilité médiée par LCIAC à HCO3−, ce qui facilite la diffusion de HCO3− cytosolique dans le stroma (Fig. 2c, f, i). En revanche, si l'activité du LCIB est élevée, le flux de fixation du CO2 est maximisé lorsque la perméabilité médiée par le LCIAC est faible ; dans ce cas, un afflux diffusif de CO2 dans le chloroplaste est rapidement converti par le LCIB en HCO3-, qui se retrouve piégé et concentré dans le chloroplaste. Dans ce scénario, la perméabilité de la membrane chloroplastique au HCO3- due au LCIAC est préjudiciable, car elle permet au HCO3- converti par le LCIB dans le stroma de se diffuser vers le cytosol (Fig. 2c, f, i).

Fait intéressant, le flux de fixation de CO2 le plus élevé est obtenu par l'absorption passive de CO2 médiée par l'activité de l'anhydrase carbonique du LCIB, et non par l'absorption passive de HCO3− via les canaux LCIAC (Fig. 2), même si HCO3− est plus abondant que le CO2 dans le cytosol. La principale considération est que le stroma (à pH 8) est plus basique que le cytosol (à pH 7,1, réf. 54), ce qui permet au LCIB d'équilibrer le CO2 acquis passivement avec HCO3− pour créer une concentration de HCO3− encore plus élevée dans le stroma que dans le cytosol.

Alors que la stratégie d'absorption passive de CO2 peut alimenter le PCCM basé sur le pH sous CO2 au niveau de l'air (10 μM cytosolique), son taux d'absorption de Ci est finalement limité par la diffusion de CO2 à travers l'enveloppe du chloroplaste. En effet, nos simulations montrent que dans des conditions de très faible teneur en CO2 (1 μM cytosolique)55, un chloroplaste utilisant la stratégie d'absorption passive de CO2 ne peut atteindre qu'au plus 20 % de son flux maximal de fixation de CO2, même en présence de barrières à la diffusion de Ci (Fig. 3). Étant donné que l'absorption passive de HCO3− ne peut pas concentrer plus de Ci que l'absorption passive de CO2 (Fig. 2), nous émettons l'hypothèse qu'un transport actif de Ci est nécessaire pour un PCCM efficace à très faible teneur en CO2. Pour tester cette idée, nous considérons un modèle utilisant des pompes LCIA HCO3− actives (LCIAP) sans activité LCIB (Fig. 3a, d, g). Nous constatons qu'en effet, le pompage de HCO3− permet de saturer le flux de fixation de CO2 dans des conditions de CO2 très faibles (Fig. 3 et Fig. 12 supplémentaire).

a–i, les résultats sont présentés pour un modèle sans barrière à la diffusion du CO2 hors de la matrice pyrénoïde (a–c), un modèle avec des empilements de thylakoïdes servant de barrières de diffusion (d–f) et un modèle avec une gaine d'amidon imperméable (g–i). a, d, g, schémas du chloroplaste modélisé utilisant le LCIB pour l'absorption passive de CO2 (rouge) ou utilisant le pompage actif de HCO3− médié par le LCIAP à travers l'enveloppe du chloroplaste et aucune activité du LCIB (bleu). Les performances PCCM sous CO2 au niveau de l'air (10 µM cytosolique) (b,e,h) et sous très faible CO2 (1 µM cytosolique) (c,f,i) sont indiquées, telles que mesurées par le flux de fixation de CO2 normalisé par rapport à l'ATP dépensé par CO2 fixé, pour les deux stratégies d'absorption de carbone inorganique en a, d et g. Les courbes pleines indiquent le coût énergétique minimum nécessaire pour atteindre un certain flux de fixation de CO2 normalisé. Les régions ombrées représentent la gamme des performances possibles trouvées en faisant varier les taux de transport de HCO3− et les taux de LCIB. Code couleur comme en a. En h et i, les courbes noires en pointillés indiquent les performances PCCM optimales d'un modèle simplifié qui suppose une diffusion intracompartimentale rapide, une diffusion rapide du HCO3− à travers les membranes thylakoïdes et un équilibre rapide entre le CO2 et le HCO3− catalysé par le CAH3 dans les tubules thylakoïdes à l'intérieur du pyrénoïde (Méthodes).

Selon notre modèle, l'absorption passive de CO2 et le pompage actif de HCO3− peuvent soutenir un PCCM efficace sous CO2 au niveau de l'air. Or, ce dernier consomme directement de l'énergie pour réaliser un transport non réversible. Quel est le coût énergétique total d'un PCCM qui utilise l'absorption active de HCO3−, et comment ce coût se compare-t-il à celui de la stratégie d'absorption passive de CO2 ? Pour répondre à ces questions, nous avons utilisé un cadre de thermodynamique hors d'équilibre pour calculer le coût énergétique de différentes stratégies d'absorption de Ci (Note complémentaire II et Fig. 13)56. Premièrement, un PCCM sans barrières de diffusion est énergétiquement coûteux quelles que soient les stratégies d'absorption de Ci employées (Fig. 3a – c). Deuxièmement, en présence de barrières de diffusion, nous constatons que la stratégie d'absorption passive de CO2 peut atteindre une efficacité énergétique similaire (~ 1 coût ATP par CO2 fixé) à la stratégie d'absorption active de HCO3− (Fig. 3d – i). Ainsi, les deux stratégies peuvent atteindre des performances PCCM élevées au CO2 au niveau de l'air ; cependant, une absorption active de HCO3− est nécessaire pour obtenir une efficacité élevée sous un CO2 plus faible.

Comment le transport de Ci à travers la membrane plasmique de la cellule a-t-il un impact sur les stratégies d'absorption de Ci réalisables au niveau des chloroplastes ? Pour explorer cette question dans notre modèle à l'échelle du chloroplaste, nous évaluons les performances du PCCM dans une large gamme de concentrations cytosoliques de CO2 et de HCO3− (Fig. 15 supplémentaire). Sans surprise, nous constatons que la performance d'une stratégie particulière d'absorption de Ci par le chloroplaste augmente avec le niveau cytosolique de son espèce Ci cible. Ainsi, il est important de reconstituer les espèces cytosoliques Ci absorbées par le chloroplaste. De plus, quelle que soit la composition du pool cytosolique de Ci, un chloroplaste dépourvu à la fois d'absorption passive de CO2 et d'absorption active de HCO3- ne parvient pas à atteindre une efficacité PCCM élevée, à moins que la concentration de CO2 cytosolique ne soit de 100 μM ou plus. La création d'un tel pool entraînerait vraisemblablement une fuite importante de CO2 à travers la membrane plasmique et donc un coût énergétique élevé. Par conséquent, des mécanismes efficaces pour l'absorption de Ci de l'environnement externe au cytosol et du cytosol au chloroplaste sont tous deux essentiels pour une performance PCCM élevée.

Jusqu'à présent, nous n'avons considéré que les schémas de localisation de l'anhydrase carbonique que l'on pense exister chez Chlamydomonas sous le CO240,57 au niveau de l'air. Pour évaluer les avantages d'une telle localisation, nous faisons varier la localisation de CAH3 et de LCIB tout en maintenant le nombre total de molécules de chaque anhydrase carbonique (Fig. 4a). Nous constatons que la localisation ectopique de l'anhydrase carbonique compromet les performances du PCCM. Premièrement, le LCIB mal localisé dans la matrice pyrénoïde de base (pH 8) convertit le CO2 du substrat de Rubisco en HCO3−, et diminue donc la fixation du CO2 (Fig. 4b – f, région i). Deuxièmement, lorsque CAH3 est distribué dans les thylakoïdes en dehors du pyrénoïde, les molécules de CO2 produites par ce CAH3 peuvent se diffuser directement dans le stroma, ce qui les rend moins susceptibles de se concentrer dans le pyrénoïde et diminue ainsi l'efficacité du PCCM (Fig. 4b – f, région ii et Fig. 16 supplémentaire). De plus, la mauvaise localisation de CAH3 en dehors du pyrénoïde diminue l'efficacité du PCCM car elle entraîne une augmentation du cycle futile de Ci entre le stroma et le thylakoïde, augmentant le coût énergétique nécessaire pour maintenir les différences de pH intercompartimentales. Enfin, la concentration de CAH3 dans une petite région de la lumière thylakoïde au centre du pyrénoïde augmente la distance sur laquelle HCO3− doit diffuser avant d'être converti en CO2, réduisant ainsi le flux de production de CO2 par CAH3 (Fig. 4b – f, région iii). Tous ces résultats sont vrais à la fois au CO2 au niveau de l'air utilisant l'absorption passive de CO2 (Fig. 4) et à très faible CO2 utilisant l'absorption active de HCO3− (Fig. 17 supplémentaire). Ainsi, notre modèle montre qu'une bonne localisation de l'anhydrase carbonique est cruciale pour la performance globale du PCCM.

a, schémas de localisation variable des anhydrases carboniques. Le domaine CAH3 commence au centre des tubules intrapyrénoïdes (rayon r = 0) et le domaine LCIB se termine à l'enveloppe du chloroplaste. Code couleur comme dans la Fig. 1d. L'orange désigne la région occupée par CAH3. b – e, le rayon d'extrémité CAH3 et le rayon de départ LCIB varient dans un chloroplaste modélisé utilisant la stratégie d'absorption passive de CO2 sous CO2 au niveau de l'air, avec des empilements de thylakoïdes ralentissant la diffusion du carbone inorganique dans le stroma (b,c) ou avec une gaine d'amidon imperméable (d,e). Flux de fixation de CO2 normalisé (b,d) et ATP dépensé par CO2 fixé (c,e) lorsque les localisations des anhydrases carboniques varient. f, Schémas des flux de carbone inorganique pour les schémas de localisation (i–iii) indiqués en b–e. Code couleur comme dans a et Fig. 1d. Les tiques en pointillés en b–e indiquent le rayon pyrénoïde comme en a. Les paramètres de simulation sont les mêmes que sur les Fig. 1c,d.

Lorsqu'il passe des niveaux d'air à de très faibles niveaux de CO2 (~ 1 μM dissous), Chlamydomonas relocalise le LCIB de diffus dans tout le stroma à localisé autour de la périphérie pyrénoïde57. Pour mieux comprendre la valeur de la localisation du LCIB à la périphérie pyrénoïde sous un CO2 très faible, nous varions à la fois le rayon d'extrémité du LCIB stromal, qui définit jusqu'où le LCIB s'étend vers l'enveloppe du chloroplaste, et le nombre total de molécules de LCIB dans un modèle utilisant une barrière de gaine d'amidon et une absorption active de HCO3− (Fig. 5a). Notre analyse montre qu'il est énergétiquement inutile de permettre au CO2 concentré de s'échapper du chloroplaste (Fig. 13 supplémentaire). Par conséquent, le LCIB relocalisé près de la gaine d'amidon augmente l'efficacité énergétique en recapturant les molécules de CO2 qui diffusent hors de la matrice et en les piégeant sous forme de HCO3− dans le chloroplaste (Fig. 5b – c, région i). Le coût énergétique est plus élevé sans aucun LCIB pour la recapture du CO2 (Fig. 5b – c, région iii), ou avec un LCIB stromal diffus, qui permet au HCO3− entrant d'être converti en CO2 près de la membrane chloroplastique, auquel cas il peut fuir vers le cytosol (Fig. 5b – c, région ii et Fig. 19 supplémentaire). Notre modèle suggère donc que sous très faible CO2 et en présence d'une forte barrière de diffusion de CO2 autour du pyrénoïde, la localisation du LCIB à la périphérie du pyrénoïde permet un recyclage efficace du Ci, améliorant ainsi les performances du PCCM.

a, schémas d'activité variable et de rayon d'extrémité de LCIB dans un chloroplaste modélisé utilisant une gaine d'amidon imperméable et un pompage actif de HCO3− à travers l'enveloppe du chloroplaste sous une très faible teneur en CO2. Code couleur comme dans la Fig. 4a. Le domaine LCIB commence au rayon pyrénoïde (0,3 sur l'axe des x en b et c). b,c, flux de fixation de CO2 normalisé (b) et ATP dépensé par CO2 fixé (c) lorsque les caractéristiques désignées du LCIB varient. d, Schémas des flux de carbone inorganique pour les états LCIB (i–iii) indiqués en b et c. Code couleur comme dans la Fig. 4f. Paramètres de simulation comme dans la Fig. 4. Le pompage actif de HCO3− médié par LCIAP est décrit par le taux \(\kappa _{{{{\mathrm{chlor}}}}}^{H^ - }\) = 10−4 m s−1 et la réversibilité γ = 10−4. Pour montrer une variation notable du flux de fixation de CO2 normalisé, un modèle avec des tubules thylakoïdes raccourcis est simulé (Méthodes). Les résultats qualitatifs sont valables indépendamment de ce choix spécifique.

Pour déterminer l'impact de la lumière thylakoïde et du pH stromal sur la fonction PCCM, nous varions les valeurs de pH des deux compartiments (Fig. 6 et Supplémentaire Fig. 20). Nous constatons que quelle que soit la stratégie d'absorption de Ci, le PCCM modélisé n'atteint une efficacité élevée que lorsque la lumière thylakoïde est beaucoup plus acide que le stroma (Fig. 6a, d). En effet, l'activité de l'anhydrase carbonique dans un stroma à faible pH (Fig. 6, région i) ou dans une lumière de tubule intrapyrénoïde à pH élevé (Fig. 6, région ii) conduirait à de faibles concentrations de HCO3− ou de CO2, respectivement, dans ces compartiments ; les deux seraient préjudiciables au PCCM. Fait intéressant, la variation du pH influence différemment l'efficacité énergétique du PCCM utilisant une absorption passive de CO2 (Fig. 6a – c) et du PCCM utilisant un pompage actif de HCO3− (Fig. 6d – f). Plus précisément, seul ce dernier présente un coût énergétique considérablement accru lorsque le stroma a un pH relativement bas ; dans ce cas, la plupart du HCO3− pompé dans le stroma est converti en CO2 et est ensuite perdu dans le cytosol (Fig. 6e, f, régions i et ii). Ainsi, nos résultats suggèrent que des performances PCCM élevées nécessitent le maintien d'un stroma à pH élevé et d'une lumière thylakoïde à faible pH.

A - F, les valeurs de pH de la lumière thylakoïde et du stroma variaient dans un chloroplaste modélisé avec une gaine d'amidon imperméable utilisant une absorption de CO2 passive sous un niveau de CO2 au niveau de l'air (A - C) (10 μm cytosolique; paramètres comme sur la figure 4D, E) ou HCO3 - Pumplement sous la figure très faible (D - F) (Fig. , d). Le flux de fixation de CO2 normalisé (a,d) et l'ATP dépensé par CO2 fixé (b,e) en fonction des valeurs de pH dans les deux compartiments sont indiqués. c,f, Schémas des pools et des flux de carbone inorganique pour les valeurs de pH indiquées en a, b, d et e. Les étoiles blanches indiquent les valeurs de pH de base utilisées dans toutes les autres simulations.

Nous explorons ensuite si notre modèle peut tenir compte des phénotypes de mutants connus déficients en Chlamydomonas PCCM. Nous sélectionnons les paramètres du modèle pour représenter au mieux l'effet de chaque mutation, en supposant que le PCCM de Chlamydomonas passe de l'absorption passive de CO2 sous CO2 au niveau de l'air à une absorption active de HCO3- sous très faible CO2 (Figs. 23 et 24 supplémentaires). Nos résultats de simulation montrent un accord semi-quantitatif avec les résultats expérimentaux pour tous les mutants publiés (tableau supplémentaire 5) et fournissent des explications mécanistes pour tous les phénotypes enregistrés. Par exemple, notre modèle capture que le mutant lcib ne se développe pas dans l'air, probablement en raison d'un défaut d'absorption passive de CO2. Ce phénotype implique que Chlamydomonas ne pompe pas HCO3- dans le chloroplaste sous CO2 au niveau de l'air, car un mutant lcib modélisé utilisant le pompage HCO3- a un PCCM suffisamment efficace pour stimuler la croissance dans l'air. Notamment, le mutant lcib récupère la croissance sous très faible CO2, ce que nous attribuons à l'activation d'un système d'absorption de HCO3− dans cette condition22,57,58. En effet, l'inactivation du gène codant pour les transporteurs LCIA HCO3- dans le fond mutant lcib entraîne une diminution spectaculaire de la fixation et de la croissance du CO2 sous un CO257 très faible.

Plus largement, notre modèle récapitule les phénotypes de mutants de Chlamydomonas dépourvus du transporteur HCO3− HLA3 ou du transporteur CO2 LCI1 au niveau de la membrane plasmique. En effet, l'inactivation du gène codant pour HLA3 (simulée comme un niveau inférieur de HCO3− cytosolique) entraîne une diminution spectaculaire de l'efficacité de la PCCM sous un CO2 très faible, probablement en raison de la réduction de l'importation de HCO3− dans la cellule et donc dans le chloroplaste23,24. En revanche, le mutant unique lci1 montre une diminution modérée de l'efficacité du PCCM sous le CO2 au niveau de l'air, probablement en raison d'un afflux réduit de CO2 dans le cytosol et donc dans le chloroplaste, mais aucun effet sur le PCCM sous un CO2 très faible, probablement en raison de l'activation d'un système actif d'absorption de HCO3− dans cette condition34.

Enfin, notre modèle capture les phénotypes des mutants d'amidon de Chlamydomonas, qui survivent dans des conditions de niveau d'air et de CO2 très faibles, probablement parce que les empilements de thylakoïdes peuvent bloquer efficacement les fuites de CO2 du pyrénoïde en l'absence d'une gaine d'amidon. L'existence de barrières de diffusion autres que l'amidon, telles que les empilements de thylakoïdes, peut également aider à expliquer pourquoi certaines autres algues contenant des pyrénoïdes n'ont pas de gaine d'amidon59.

L'analyse des flux de Ci dans notre modèle soutient l'opinion de longue date selon laquelle les tubules thylakoïdes traversant le pyrénoïde chez Chlamydomonas peuvent délivrer du HCO3− stromal au pyrénoïde, où il peut être converti en CO2 par CAH332,60. Cependant, une architecture thylakoïde de type Chlamydomonas est-elle nécessaire à un PCCM fonctionnel ? Certes, les algues eucaryotes présentent une variété de morphologies de thylakoïdes, telles que plusieurs empilements de thylakoïdes parallèles non connectés traversant le pyrénoïde, un seul disque de thylakoïdes coupant en deux la matrice pyrénoïde ou des feuilles de thylakoïdes entourant mais ne traversant pas le pyrénoïde. Nos calculs montrent que différentes morphologies thylakoïdes pourraient en principe soutenir le fonctionnement d'un PCCM efficace, tant que HCO3− peut diffuser dans la lumière thylakoïde à faible pH et que l'anhydrase carbonique thylakoïde est localisée dans la lumière proximale pyrénoïde (Fig. 25 supplémentaire).

Notre modèle identifie une configuration PCCM minimale suffisante pour concentrer efficacement le CO2. Ensuite, nous demandons : des configurations alternatives des mêmes éléments minimaux peuvent-elles réaliser un PCCM efficace ? Nous limitons notre attention aux PCCM utilisant des stratégies passives d'absorption de Ci. Nous avons mesuré l'efficacité et le coût énergétique de 216 configurations PCCM partielles dans l'air, faisant varier la présence et la localisation des anhydrases carboniques Rubisco, thylakoïdes et stromales, des canaux HCO3− sur les membranes thylakoïdes et l'enveloppe chloroplastique, et des barrières de diffusion (Fig. 26 supplémentaire).

Nos résultats résument trois modules centraux d'un PCCM efficace piloté par le pH (Fig. 7a): (i) une anhydrase carbonique stromale (LCIB) pour convertir le CO2 acquis passivement en HCO3−, (ii) un canal HCO3− à membrane thylakoïde (BST) et une anhydrase carbonique luminale (CAH3) qui permettent ensemble la conversion de HCO3− en CO2 près de Rubisco, et (iii) un condensat de Rubisco entouré de barrières de diffusion. Nous constatons que les configurations PCCM dépourvues de l'un de ces modules montrent une capacité compromise à concentrer le CO2 (Fig. 7b). La configuration PCCM de type Chlamydomonas est la seule configuration possédant les trois modules; ainsi, cette configuration est non seulement suffisante mais également nécessaire pour réaliser un PCCM efficace en utilisant les éléments minimaux considérés.

a, Schémas des trois modules essentiels avec des fonctions désignées (même style que sur la Fig. 1a). Chez Chlamydomonas, le LCIB peut être utilisé pour l'absorption passive de CO2, qui est ensuite piégé dans le stroma sous forme de HCO3− (module i) ; La BST permet au HCO3− stromal de se diffuser dans la lumière thylakoïdienne où le CAH3 convertit le HCO3− en CO2 (module ii) ; et une gaine d'amidon et des empilements de thylakoïdes pourraient agir comme des barrières de diffusion pour ralentir l'échappement du CO2 hors de la matrice pyrénoïde (module iii). b, Histogrammes du flux de fixation de CO2 normalisé pour les configurations CCM sans (gauche, gris) ou avec (droite, coloré) le module respectif. Nous avons testé 216 configurations CCM en faisant varier la présence et/ou la localisation des enzymes, des canaux HCO3- et des barrières de diffusion dans le modèle (voir Fig. 26 supplémentaire).

On pense que de nombreuses plantes terrestres, y compris la plupart des plantes cultivées, sont dépourvues de toute forme de CCM. Notre analyse montre qu'une configuration typique de chloroplaste végétal ne peut supporter qu'environ 30% du flux maximal de fixation de CO2 à travers Rubisco (tableau supplémentaire 6). L'intégration d'un PCCM dans les cultures est apparue comme une stratégie prometteuse pour augmenter les rendements grâce à une meilleure fixation du CO230,31. Malgré les premières avancées techniques, notamment l'expression de composants PCCM individuels65 et la reconstitution d'une matrice pyrénoïde dans les plantes66, l'ordre optimal des étapes d'ingénierie nécessaires pour établir un PCCM efficace dans un chloroplaste végétal reste inconnu. Ici, nous tirons parti de nos configurations PCCM partielles pour proposer une voie d'ingénierie qui se traduit par une amélioration monotone de l'efficacité et évite les coûts énergétiques excessifs.

À notre connaissance, le chloroplaste végétal contient de l'anhydrase carbonique diffuse et du Rubisco végétal diffus dans le stroma, et est dépourvu de canaux HCO3− et de barrières de diffusion67. On remarque que la plante Rubisco a un Km plus faible pour le CO2 que Chlamydomonas Rubisco ; nos calculs d'ingénierie en tiennent compte et utilisent les valeurs de l'usine Rubisco. Des études ont également suggéré que les anhydrases carboniques végétales natives sont diffuses dans la lumière thylakoïde68, ce que nous supposons donc dans notre configuration de chloroplaste végétal modélisé (Fig. 8, configuration de départ). Cette configuration ne contient qu'un seul des trois modules essentiels pour un PCCM efficace (Fig. 7a), c'est-à-dire le système passif d'absorption de CO2.

a, En haut : schémas de la configuration de départ représentant un chloroplaste végétal typique contenant de l'anhydrase carbonique thylakoïde diffuse, de l'anhydrase carbonique stromale diffuse et du Rubisco diffus, et dépourvu de transporteurs HCO3− et de barrières de diffusion. En bas : la configuration souhaitée représentant un chloroplaste de Chlamydomonas qui utilise la stratégie d'absorption passive de CO2 et une gaine d'amidon (comme sur la Fig. 2g). b, diagramme de Venn montrant le flux de fixation de CO2 normalisé (cercle, surface proportionnelle à la magnitude) et l'ATP dépensé par CO2 fixe (carré, surface proportionnelle à la magnitude) de diverses configurations après la mise en œuvre des changements désignés. Les flèches indiquent les étapes séquentielles proposées pour transformer la configuration de départ en la configuration souhaitée (voir texte). La configuration de départ a un flux de fixation de CO2 normalisé de 0,31 et un coût d'ATP négligeable. Tous les coûts inférieurs à 0,25 ATP par CO2 fixe sont représentés par un carré de taille minimale.

Après avoir exploré tous les chemins possibles par étapes pour installer les deux modules restants afin d'obtenir la configuration PCCM de type Chlamydomonas (Fig. 8, configuration souhaitée), nous suggérons le chemin suivant composé de quatre étapes d'ingénierie minimales (Fig. 8b, flèches). La première étape est la localisation de la plante Rubisco dans une matrice pyrénoïde, ce qui, selon nous, exclurait intrinsèquement l'anhydrase carbonique stromale de la plante, car le compactage serré de Rubisco dans la matrice semble exclure les complexes protéiques supérieurs à ~ 80 kDa26,69. La deuxième étape est la localisation de l'anhydrase carbonique des thylakoïdes aux thylakoïdes qui bordent ou traversent la matrice. Ces deux premières étapes n'apportent pas de changements notables à l'efficacité ou à l'efficience du PCCM. L'étape suivante consiste à introduire des canaux HCO3- dans les membranes thylakoïdes, ce qui augmente le flux de fixation du CO2 à environ 175 % de celui de la configuration de départ. Cette étape augmente également le coût du PCCM à environ 4 ATP par CO2 fixé. Une étape aussi coûteuse ne peut être évitée, et tous les autres chemins possibles avec une efficacité croissante à chaque étape ont des configurations intermédiaires plus coûteuses (Fig. 8b et Tableau supplémentaire 6). Fait important pour l'ingénierie, l'augmentation du flux de fixation de CO2 résultant de cette étape fournirait la preuve que les canaux installés sont fonctionnels. La dernière étape du chemin suggéré consiste à ajouter une gaine d'amidon pour bloquer les fuites de CO2 de la matrice pyrénoïde, ce qui triple le flux de fixation du CO2 par rapport à la configuration de départ et réduit le coût à seulement 1,3 ATP par CO2 fixé.

La sélection d'un ordre de mise en œuvre alternatif pour les quatre étapes d'ingénierie minimales entraîne une diminution des performances du PCCM dans les étapes intermédiaires. Par exemple, l'ajout de canaux HCO3− sur les membranes thylakoïdes avant la localisation des anhydrases carboniques stromales et thylakoïdes (Fig. 8b, ovale bleu) conduit à un cycle inutile généré par le chevauchement des anhydrases carboniques (Fig. 4, région ii). De plus, l'ajout d'une gaine d'amidon avant l'ajout de canaux HCO3− aux thylakoïdes pourrait diminuer la fixation du CO2 (Fig. 8b, ovale gris) ; sans canaux, HCO3- ne peut pas diffuser facilement vers l'anhydrase carbonique thylakoïde pour produire du CO2, et la gaine d'amidon empêche la diffusion du CO2 du stroma vers Rubisco. Ainsi, notre chemin suggéré évite les configurations intermédiaires avec une efficacité réduite ou un coût énergétique excessif.

Pour mieux comprendre la composition et la fonction d'un PCCM minimal, nous avons développé un modèle de réaction-diffusion à plusieurs compartiments sur la base du PCCM de Chlamydomonas. Le modèle représente non seulement tous les mutants Chlamydomonas PCCM publiés, mais jette également les bases quantitatives et biophysiques pour comprendre les principes de fonctionnement d'un PCCM minimal. L'analyse systématique du modèle suggère que les clés d'un PCCM efficace et énergétiquement efficace sont les barrières empêchant l'efflux de CO2 de la matrice pyrénoïde et les localisations d'anhydrase carbonique empêchant les flux futiles de Ci. Le modèle démontre la faisabilité de l'absorption passive de CO2 au CO2 au niveau de l'air et montre qu'à des niveaux de CO2 externes inférieurs, un PCCM efficace nécessite une importation active de HCO3−. Les deux stratégies d'absorption peuvent fonctionner à un faible coût énergétique.

Bien qu'ils ne soient pas explicitement pris en compte dans notre modèle, les protons sont produits dans les réactions de fixation du CO2 catalysées par Rubisco5 et sont consommés dans les conversions HCO3 en CO2 catalysées par CAH3. Les protons doivent ensuite être épuisés dans la matrice pyrénoïde et reconstitués dans la lumière thylakoïde intrapyrénoïde pour maintenir les valeurs de pH physiologiques41,43. Cependant, notre analyse du bilan de flux montre que les concentrations de protons libres sont trop faibles pour tenir compte des flux attendus de déplétion/réapprovisionnement en protons par diffusion de protons libres (Note complémentaire VI.D et Fig. 27). Ainsi, un transport efficace des protons doit utiliser des mécanismes alternatifs. Une possibilité, suggérée par de récents travaux de modélisation70, est que des porteurs de protons tels que le RuBP et le 3-PGA pourraient être présents à des concentrations millimolaires71 et pourraient donc permettre un flux suffisant pour transporter les protons entre les compartiments. La compréhension des mécanismes moléculaires sous-jacents au transport des protons sera un sujet important pour les études futures.

Une autre classe de CCM est la CCM à base de carboxysomes (CCCM) utilisée par les cyanobactéries13. Dans le CCCM, HCO3− se concentre dans le cytosol via un transport actif72 et se diffuse dans les carboxysomes - des compartiments qui mesurent généralement de 100 à 400 nm de diamètre, chacun composé d'une coque protéique icosaédrique renfermant Rubisco73. On pense que la coque protéique sert de barrière de diffusion, ce qui est nécessaire pour un CCCM efficace46,47. Alors que la matrice pyrénoïde ne semble pas avoir d'anhydrase carbonique, la matrice carboxysome contient une anhydrase carbonique qui convertit HCO3- en CO2 pour alimenter localement Rubisco. Des études récentes suggèrent que les protons produits lors de la carboxylation de Rubisco pourraient acidifier le carboxysome, ce qui favorise à son tour la production de CO270 catalysée par l'anhydrase carbonique. On peut se demander : quels sont les avantages d'exploiter un PCCM par rapport à un CCCM ? Une possibilité est que le PCCM utilise une organisation spatiale plus complexe pour séparer Rubisco de l'anhydrase carbonique de la lumière thylakoïde, ce qui permet aux deux enzymes de fonctionner à des valeurs de pH optimales pour leurs fonctions catalytiques respectives. Ainsi, le PCCM peut nécessiter un pool de Ci plus petit que le CCCM pour produire suffisamment de CO2 à proximité de Rubisco. En effet, les cyanobactéries semblent accumuler environ 30 mM de HCO3-74,75 intracellulaire, tandis que Chlamydomonas crée un pool interne de HCO3- de seulement 1 mM76. L'expérimentation future comparant les performances du PCCM et du CCCM fera progresser notre compréhension des deux mécanismes distincts.

Le PCCM a le potentiel d'être transféré dans les plantes cultivées pour améliorer les rendements. Notre modèle fournit un cadre pour évaluer la performance globale, en considérant à la fois l'efficacité et l'efficacité énergétique du PCCM (Fig. 28 supplémentaire), et nous permet de proposer un ordre privilégié d'étapes d'ingénierie. De plus, nous espérons que notre modèle aidera les ingénieurs à réduire les défis potentiels en fournissant une conception minimale pour un PCCM fonctionnel. Si les anhydrases carboniques végétales natives sont inactives ou absentes, il pourrait être favorable d'exprimer et de localiser d'autres anhydrases carboniques avec des activités connues. De plus, une étape clé consistera à tester si les canaux Chlamydomonas BST exprimés de manière hétérologue fonctionnent comme des canaux HCO3- et à vérifier qu'ils n'interfèrent pas avec les canaux ioniques natifs des plantes. Nous espérons que notre modèle fournira des informations pratiques aux ingénieurs visant à installer un PCCM minimal dans les usines, et qu'il servira d'outil quantitatif utile pour guider les études PCCM de base à l'avenir.

Pour mieux comprendre le fonctionnement du PCCM, nous avons développé un modèle de réaction-diffusion à plusieurs compartiments sur la base du mécanisme postulé chez Chlamydomonas. Le modèle prend en compte les enzymes et transporteurs PCCM clés et l'architecture pertinente du chloroplaste de Chlamydomonas48. Pour plus de simplicité, notre modèle suppose une symétrie sphérique et considère un chloroplaste sphérique de rayon Rchlor dans un cytosol infini. Ainsi, toutes les quantités du modèle peuvent être exprimées en fonction de la distance radiale r du centre du chloroplaste (Fig. 1b). Le chloroplaste modélisé est constitué de trois compartiments : une matrice pyrénoïde sphérique de rayon Rpyr (pH 8) au centre, entourée d'un stroma (pH 8), avec des thylakoïdes (luminal pH 6) traversant à la fois la matrice et le stroma (Fig. 1)41,42,43. À l'état d'équilibre, les équations d'équilibre des flux définissent les concentrations spatialement dépendantes de CO2, HCO3− et H2CO3 dans leurs compartiments respectifs (indiquées par des indices ; voir le tableau supplémentaire 2 et la note I) :

Ici, C désigne la concentration de CO2, et H désigne la concentration combinée de HCO3− et H2CO3, qui sont supposées être en équilibre rapide77. Ainsi, leurs concentrations respectives sont données par \(H^ - = \frac{\eta }{{1 + \eta }}H\) pour HCO3− et \(H^0 = \frac{1}{{1 + \eta }}H\) pour H2CO3, où η = \(10^{{\mathrm{pH-pKa}}_1}\) est un facteur de partage dépendant du pH et pKa1 = 3,4 est le log négatif du premier dis constante de société de H2CO378. Les premiers termes des équations (1a–1f) décrivent les flux diffusifs de carbone inorganique (Ci) à l'intérieur des compartiments. DC et DH désignent respectivement les coefficients de diffusion du CO2, et HCO3− et H2CO3 réunis, en solution aqueuse. Dans un modèle avec des empilements de thylakoïdes ralentissant la diffusion de Ci dans le stroma, les coefficients de diffusion effectifs DstrC/H sont obtenus à l'aide d'une approche d'homogénéisation standard (voir Fig. 5 supplémentaire et Note IG) ; \(D_{{{{\mathrm{str}}}}}^{C/H} = D^{C/H}\) sinon. Les autres termes de flux (jX) dans les équations (1a–1f) décrivent les réactions enzymatiques et le transport Ci entre les compartiments, et les facteurs fs et fv décrivent la géométrie des thylakoïdes. Leurs expressions sont fournies dans les sections suivantes.

Les conditions aux limites à r = Rpyr sont déterminées par le flux diffusif de Ci à travers la gaine d'amidon à l'interface matrice-stroma, c'est-à-dire

où ∂r désigne une dérivée par rapport à r, et la gaine d'amidon est supposée avoir la même perméabilité κamidon pour toutes les espèces Ci. κamidon→∞ lorsqu'il n'y a pas de gaine d'amidon et que Ci peut diffuser librement hors de la matrice. κamidon = 0 décrit une gaine d'amidon imperméable (voir la note complémentaire IF). De même, le flux de transport Ci à travers l'enveloppe du chloroplaste donne les conditions aux limites à r = Rchlor, c'est-à-dire

où \(\kappa _{{{{\mathrm{chlor}}}}}^{H^ - }\) et γ désignent la vitesse et la réversibilité du transport entrant de HCO3− depuis le cytosol, représentant l'action du transporteur HCO3− d'enveloppe chloroplastique non caractérisé LCIA24,37 ; γ = 1 correspond à un canal bidirectionnel passif et γ < 1 correspond à une pompe active. Les conditions de CO2 externes sont spécifiées par la concentration de CO2 cytosolique Ccyt. Nous fixons Ccyt = 10 μM pour les conditions de CO2 au niveau de l'air et Ccyt = 1 μM pour les conditions de CO2 très faibles. Sauf indication contraire, toutes les espèces Ci cytosoliques sont supposées être en équilibre à pH 7,154.

La géométrie des thylakoïdes a été caractérisée par cryo-tomographie électronique chez Chlamydomonas48. Dans notre modèle, nous tenons compte de cette géométrie en faisant varier la fraction volumique locale fv et le rapport surface/volume fs des thylakoïdes. Ces fractions décrivent un maillage tubulaire au centre du pyrénoïde (r ≤ Rmesh), prolongé radialement par Ntub tubules cylindriques, chacun de rayon atub (voir Note complémentaire IC), c'est-à-dire

Dans le modèle de base, les tubules thylakoïdes sont supposés s'étendre jusqu'à l'enveloppe du chloroplaste, c'est-à-dire le rayon externe des tubules Rtub = Rchlor. Dans un modèle avec des tubules plus courts, nous choisissons \(R_{{{{\mathrm{tub}}}}} = 0,4\,R_{{{{\mathrm{chlor}}}}}\), et fixons fv = 0 et fs = 0 pour r > Rtub. Ainsi, les opérateurs de Laplace–Beltrami dans l'équation (1) sont donnés par \(\nabla _{{{{\mathrm{thy}}}}}^2 = r^{ - 2}f_{{{\mathrm{v}}}}^{ - 1}\partial _rf_{{{\mathrm{v}}}}r^2\partial _r\) pour les tubules thylakoïdes, et par \(\nabla _{{{{\mathrm{pyr}}}}^2 = \nabla _{{{{\mathrm{str}}}}}^2 = r^{ - 2}(1 - f_{{{\mathrm{v}}}})^{ - 1}\partial _r(1 - f_{{{\mathrm{v}}}})r^2\partial _r\) pour la matrice et le stroma.

Le modèle considère trois enzymes clés de Chlamydomonas PCCM, à savoir les anhydrases carboniques (CA) CAH3 et LCIB et l'enzyme fixatrice de CO2 Rubisco. L'interconversion entre CO2 et HCO3− est catalysée par les deux CA et suit une cinétique de Michaelis-Menten réversible79. Le taux de conversion du CO2 en HCO3− médiée par l'AC est donné par

où \(V_{{{{\mathrm{max}}}},{{{\mathrm{CA}}}}^C\) désigne le taux maximal de CA, \(K_{{{\mathrm{m}}}}^C\) et \(K_{{{\mathrm{m}}}}^{H^ - }\) désignent respectivement les concentrations à demi-saturation pour le CO2 et le HCO3−, et \(V_ {{{ {\mathrm{max}}}},{{{\mathrm{CA}}}}}^C/K_{{{\mathrm{m}}}}^C\) désigne la constante de taux de premier ordre que nous appelons le "taux" du CA (Fig. 2). Enfin, \(K^{{{{\mathrm{eq}}}}} = 10^{{{{\mathrm{pK}}}}_{{{{\mathrm{eff}}}}} - {{{\mathrm{pH}}}}}\) désigne le rapport d'équilibre du CO2 sur HCO3−, où le pKa effectif est donné par \({{{\mathrm{pK}}}}_{{{{\mat hrm{pK}}}}}_{ {{{\mathrm{eff}}}}} = 6.1\)8 La fonction de localisation \({{{\mathcal{L}}}}_{{{{\mathrm{CA}}}}}\) est égale à un pour r où CA est présent et zéro ailleurs. Le taux spontané non catalysé de conversion du CO2 en HCO3−, avec une constante de vitesse de premier ordre \(k_{{{{\mathrm{sp}}}}^C\), est donné par \(j_{{{{\mathrm{sp}}}}} = k_{{{{\mathrm{sp}}}}}^C(C - K^{{{{\mathrm{eq}}}}}H^ - )\)8 Notez que les valeurs négatives de jCA et jsp dénotent des flux de conversion CO2 en HCO3−.

Le taux de fixation du CO2 catalysé par Rubisco est calculé à partir de

Ici, \(V_{{{\mathrm{max}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^C\) désigne le taux maximal, et le Km effectif (Rubisco Km sur la Fig. 1) est donné par \(K_{{{\mathrm{m}}}}^{{{{\mathrm{eff}}}}} = K_{{{{\mathrm{m}}}}, {{{ \mathrm{Rbc}}}}}^C(1 + O/K_{{{{\mathrm{m}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^O)\) pour tenir compte de l'inhibition compétitive par O283.84, où O désigne la concentration de O2, et \(K_{{{{\mathrm{m}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}} }} }^C\) et \(K_{{{{\mathrm{m}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^O\) désignent les concentrations de substrat à demi-saturation pour le CO2 et l'O2, respectivement. \({{{\mathcal{L}}}}_{{{{\mathrm{Rbc}}}}}\) est égal à un où Rubisco est localisé, et zéro ailleurs.

Dans notre modèle de base, nous supposons que CAH3 est localisé dans les tubules thylakoïdes traversant le pyrénoïde40, LCIB est distribué de manière diffuse dans le stroma57 et Rubisco est localisé dans la matrice pyrénoïde16. Pour explorer l'effet de la localisation enzymatique, nous varions les rayons de début et de fin des enzymes tout en maintenant un nombre constant de molécules (Fig. 4 et 5, et Note complémentaire III).

Le flux de CO2 diffusant à travers la membrane thylakoïde de la lumière thylakoïde vers la matrice ou le stroma est donné par

où κC désigne la perméabilité des membranes thylakoïdes au CO2. De même, le flux diffusif à travers la membrane de HCO3− et H2CO3, \(j_{{{{\mathrm{mem}}}}}^H\), est donné par

où \(\kappa^{H^-}\) et \(\kappa^{H^0}\) désignent respectivement la perméabilité membranaire de base au HCO3− et au H2CO3, et \(\kappa _{{{{\mathrm{thy}}}}}^{H^ - }\) désigne la perméabilité supplémentaire des membranes thylakoïdes au HCO3− due aux canaux de type bestrophine25. Notez que les termes finaux des équations (1a) et (1a–1c) diffèrent d'un facteur \(\frac{{f_{{{\mathrm{v}}}}}}{{1 - f_{{{\mathrm{v}}}}}}\) car les flux transmembranaires ont un impact plus important sur les concentrations dans le compartiment thylakoïde, qui a une fraction volumique plus petite.

Les paramètres du modèle ont été estimés à partir de l'expérience (voir le tableau supplémentaire 2 et ses références), à l'exception des taux de LCIB et de CAH3 et des paramètres cinétiques des transporteurs HCO3−, qui ne sont pas connus. Nous avons effectué une analyse systématique de ces paramètres inconnus dans une plage de valeurs raisonnables (Fig. 2 et Fig. 4 supplémentaire). Les solutions numériques de l'équation (1) ont été obtenues en effectuant des simulations à l'aide d'une méthode d'éléments finis. Les équations aux dérivées partielles ont été converties en leurs formes faibles équivalentes, discrétisées informatiquement par des éléments du premier ordre85 et implémentées dans la plate-forme informatique open source FEniCS86. Une analyse de sensibilité des paramètres a été réalisée pour vérifier la robustesse des résultats du modèle (Fig. 30 supplémentaire). Une étude de convergence a été réalisée pour assurer une discrétisation spatiale suffisante (Fig. 31 supplémentaire).

Nous avons calculé le coût énergétique en utilisant le cadre de la thermodynamique hors équilibre56 (voir la note complémentaire II.B pour plus de détails). En bref, le coût en énergie libre de tout processus hors d'équilibre (réaction, diffusion ou transport) est donné par (j+ −j−)ln(j+/j−) (en unités d'énergie thermique RT), où j+ et j− désignent respectivement le flux vers l'avant et vers l'arrière. En additionnant le coût énergétique des processus hors d'équilibre décrits dans l'équation (1), nous montrons que l'énergie totale requise pour faire fonctionner le PCCM peut être approchée (en unités de RT) par

Ici, \(J_{{{{\mathrm{str}}}}^{C \to H^ - } = - {\int}_0^{R_{{{{\mathrm{chlor}}}}}} {4\mathrm{\pi} r^2(1 - f_{{{\mathrm{v}}}})(j_{{{{\mathrm{LCIB}}}}} + j_{{{{\ma thrm {sp}}}}})dr}\) intègre le flux de conversion médiée par LCIB et spontanée de CO2 en HCO3− dans le stroma, 4πr2(1 − fv)dr étant le facteur géométrique. \(J_{{{\mathrm{chlore}}}}^C = 4\pi R_{{{{\mathrm{chlore}}}}}^2\kappa ^C(C_{{{\mathrm{str}}}}}|_{r = R_{{{{\mathrm{chlore}}}}}} - C_{{{{\mathrm{cyt}}}})\) désigne le flux de CO2 diffusant du stroma vers le cytosol. \(J_{{{\mathrm{Rbc}}}}} = {\int}_0^{R_{{{{\mathrm{chlore}}}}}} {4\pi r^2(1 - f_{{{\mathrm{v}}}})j_{{{{\mathrm{Rbc}}}}}dr}\) intègre le flux de fixation du CO2 par Rubisco. Les termes lnγ−1 et \({{{{\mathrm{thy}}}}}^{{{{\mathrm{eq}}}}}}/{K_{{{{\mathrm{str}}}}}^{{{\mathrm{eq}}}}})\) indiquent respectivement le coût en énergie libre du pompage du HCO3− à travers l'enveloppe du chloroplaste et du pompage des protons à travers les membranes thylakoïdes. En utilisant l'énergie d'hydrolyse de l'ATP \(|{\Delta}G_{ATP}| = 51,5\,RT\)87, nous calculons l'équivalent ATP dépensé par CO2 fixé comme \(\dot W_{{{{\mathrm{PCCM}}}}}/J_{{{{\mathrm{Rbc}}}}}/|{\Delta}G_{{{{\mathrm{ATP} }}}}|\).

Pour mieux comprendre la limite biophysique du PCCM, nous considérons une simplification compartimentale bien mélangée du modèle complet. Plus précisément, nous supposons que (i) la diffusion de Ci est rapide dans la matrice et le stroma, et donc les concentrations de CO2 et HCO3− sont constantes sur les rayons dans chacun des deux compartiments, en prenant des valeurs notées \(C_{{{{\mathrm{pyr}}}}},C_{{{\mathrm{str}}}}},H_{{{{\mathrm{pyr}}}}^ -\) et \(H_{{{{ \mathrm{str}}}}}^ -\); (ii) Le transport de HCO3− à travers les membranes thylakoïdes est rapide, et donc la concentration de HCO3− dans le tubule thylakoïde à l'intérieur du pyrénoïde est égale à \(H_{{{{\mathrm{pyr}}}}}^ -\), tandis que la concentration de tubule thylakoïde à l'extérieur du pyrénoïde est égale à \(H_{{{{\mathrm{str}}}}}^ -\) ; (iii) HCO3− et CO2 sont en équilibre (catalysés par CAH3) dans les tubules thylakoïdes à l'intérieur du pyrénoïde, et ainsi la concentration de CO2 y est donnée par \(C_{{{{\mathrm{thy}}}}} = K_{{{{\mathrm{thy}}}}}^{{{{\mathrm{eq}}}}}H_{{{{\mathrm{pyr}}}}}^ - \); et (iv) la concentration de CO2 dans les tubules thylakoïdes se rapproche de Cstr vers l'enveloppe du chloroplaste. Ainsi, les conditions d'équilibre des flux sont décrites par un ensemble d'équations algébriques de 4 variables, \(C_{{{{\mathrm{pyr}}}}},C_{{{{\mathrm{thy}}}}},C_{{{{\mathrm{str}}}}}\) et \(H_{{{{\mathrm{str}}}}}^ -\) (voir les notes complémentaires IV et V). Les équations algébriques sont résolues à l'aide de la bibliothèque informatique basée sur Python SciPy (version 1.5.0)88. Le coût énergétique du modèle de compartiment bien mélangé est calculé de la même manière que ci-dessus.

Nous nous intéressons à la manière dont l'ajout et la suppression de composants individuels affectent le fonctionnement global du PCCM. Nous avons ainsi mesuré l'efficacité et l'efficacité énergétique de 216 configurations PCCM, modulant la présence et la localisation des enzymes, des canaux HCO3− et des barrières de diffusion. Chaque configuration a été simulée à l'aide du modèle de réaction-diffusion ci-dessus, avec les paramètres appropriés pour cette stratégie (Fig. 26 supplémentaire).

Pour trouver tous les chemins d'ingénierie possibles entre ces configurations, nous avons considéré un graphe sur lequel chaque configuration possible est un nœud. Les nœuds étaient considérés comme connectés par un bord non orienté s'ils étaient séparés par une étape d'ingénierie. Ainsi, en prenant des mesures sur le graphique, nous avons recherché tous les chemins d'ingénierie possibles, étant donné un nœud de départ avec de mauvaises performances PCCM et un nœud cible avec de bonnes performances. Une seule étape d'ingénierie pourrait être l'ajout ou la suppression d'une enzyme, d'un canal ou d'une barrière de diffusion, ainsi que la localisation d'une seule enzyme. L'exception est la localisation de Rubisco, qui, nous l'avons supposé, peut exclure le LCIB de la matrice car il forme un condensat à séparation de phases26. Nous n'avons pas envisagé de stratégies utilisant à la fois une gaine d'amidon et des piles de thylakoïdes comme barrières de diffusion. Nous avons utilisé un algorithme personnalisé de recherche en profondeur d'abord dans MATLAB (R2020a) pour identifier tous les chemins d'ingénierie les plus courts entre un nœud de départ et un nœud cible.

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports de recherche sur la nature lié à cet article.

Toutes les données générées ou analysées au cours de cette étude sont incluses dans cet article et les tableaux supplémentaires. Les ensembles de données brutes ont été déposés dans le référentiel Zenodo à https://doi.org/10.5281/zenodo.6406849.

Des codes de simulation personnalisés sont disponibles sur GitHub à l'adresse https://github.com/f-chenyi/Chlamydomonas-CCM.

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Nous remercions les membres des groupes Jonikas et Wingreen pour leurs discussions judicieuses. Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health grâce à la subvention 5R01GM140032-02 (NSW et MCJ); la National Science Foundation via la subvention MCB-1935444 (MCJ) et via le Center for the Physics of Biological Function PHY-1734030 (NSW); et la Fondation Simons et la subvention 55108535 de l'Institut médical Howard Hughes (MCJ). MCJ est chercheur à l'Institut médical Howard Hughes. Des schémas pour un sous-ensemble de figures ont été créés avec BioRender.com.

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Chenyi Fei, Alexandra T. Wilson.

Département de biologie moléculaire, Université de Princeton, Princeton, NJ, États-Unis

Chenyi Fei, Alexandra T. Wilson, Ned S. Wingreen et Martin C. Jonikas

Institut Lewis-Sigler de génomique intégrative, Université de Princeton, Princeton, NJ, États-Unis

Chenyi Fei et Ned S. Wingreen

Département de biologie, Massachusetts Institute of Technology, Cambridge, MA, États-Unis

Alexandra T.Wilson

Département des sciences de l'ingénieur et des mathématiques appliquées, Northwestern University, Evanston, Illinois, États-Unis

Niall M. Mangan

Institut médical Howard Hughes, Université de Princeton, Princeton, NJ, États-Unis

Martin C. Jonikas

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Recherche conçue par CF, ATW, NMM, NSW et MCJ ; CF, ATW, NMM et NSW ont effectué la modélisation ; CF et ATW ont effectué une simulation ; CF, ATW, NMM, NSW et MCJ ont analysé les données ; et CF, ATW, NMM, NSW et MCJ ont rédigé le manuscrit.

Correspondance avec Niall M. Mangan, Ned S. Wingreen ou Martin C. Jonikas.

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Nature Plants remercie Yusuke Matsuda et les autres examinateurs anonymes pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

Notes complémentaires I à VI, fig. 1–31 et Tableaux 1–4.

Tableaux supplémentaires 5 et 6.

Libre accès Cet article est sous licence Creative Commons Attribution 4.0 International License, qui permet l'utilisation, le partage, l'adaptation, la distribution et la reproduction sur n'importe quel support ou format, tant que vous donnez le crédit approprié à l'auteur ou aux auteurs originaux et à la source, fournissez un lien vers la licence Creative Commons et indiquez si des modifications ont été apportées. Les images ou tout autre matériel tiers dans cet article sont inclus dans la licence Creative Commons de l'article, sauf indication contraire dans une ligne de crédit au matériel. Si le matériel n'est pas inclus dans la licence Creative Commons de l'article et que votre utilisation prévue n'est pas autorisée par la réglementation légale ou dépasse l'utilisation autorisée, vous devrez obtenir l'autorisation directement du détenteur des droits d'auteur. Pour voir une copie de cette licence, visitez http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Réimpressions et autorisations

Fei, C., Wilson, AT, Mangan, NM et al. La modélisation du mécanisme de concentration de CO2 à base de pyrénoïdes fournit des informations sur ses principes de fonctionnement et une feuille de route pour son ingénierie dans les cultures. Nat. Plantes 8, 583–595 (2022). https://doi.org/10.1038/s41477-022-01153-7

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Reçu : 04 août 2021

Accepté : 11 avril 2022

Publié: 19 mai 2022

Date d'émission : Mai 2022

DOI : https://doi.org/10.1038/s41477-022-01153-7

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